Accueil / Fiches bioagresseurs / La rhizomanie La rhizomanie La rhizomanie est l’une des maladies les plus graves de la betterave en termes d’impact économique. Elle peut en effet causer des pertes de rendement racine de 10 à 15 % dans les cas modérés, jusqu’à plus de 30 % dans les cas les plus sévères. Elle provoque également une baisse de la teneur en sucre de 1 à 4 % et une perte de qualité technologique lors de la transformation industrielle. L’utilisation de variétés tolérantes à la rhizomanie représente actuellement l’unique solution de lutte contre ce virus. Cependant, la multiplication des cas de contournement de résistance dans les régions Centre-Val de Loire et au sud de l’Îlede-France impose à l’ensemble des acteurs de la filière betteravière de mettre en œuvre une stratégie de gestion durable des résistances. Mémento Cette maladie a été décrite pour la première fois dans la vallée du Pô au Nord de l’Italie et touche désormais toutes les régions betteravières du monde. En France, elle a été identifiée pour la première fois en 1971 en Alsace puis s’est étendue en 1977 au sud de Paris (Loiret), et progressivement aux autres régions pour concerner aujourd’hui la totalité des régions betteravières. La commercialisation des premières variétés tolérantes à la rhizomanie en 1985 relance la production de betteraves sucrières au sud de Paris. De 1995 à 2000, l’utilisation de variétés tolérantes progresse rapidement. Mémento En 2000, la présence du pathotype P au sud de Paris est mise en évidence. C’est à cette époque que l’ITB met en place des essais variétés spécifiques “forte rhizomanie Biologie et épidémiologie de la rhizomanie La rhizomanie est une maladie virale causée par le virus des nervures jaunes et nécrotiques de la betterave ( Beet necrotic yellow vein virus, ou BNYVV ). Elle est transmise par un protozoaire du sol, Polymyxa betae , parasite obligatoire de la racine. Le terme de rhizomanie, qui signifie littéralement "démence racinaire", tire son nom de la prolifération anarchique du chevelu racinaire souvent observée sur les betteraves contaminées. Diversité génétique du BNYVV et spécifités du pathotype P Le BNYVV appartient au genre des Benyvirus et à la famille des Benyviridae . Son génome est constitué de 4 à 5 molécules d’ARN qui participent à différentes fonctions : les ARN 1 et 2 sont requis pour la réplication, l’encapsidation, le mouvement du virus ou encore l’inactivation des défenses des plantes. L’ARN 4 est impliqué dans la transmission du virus par le vecteur P. Betae . Enfin, les ARN 3 et 5 sont nécessaires pour la pathogénicité du virus. Sa diversité génétique est relativement importante, les souches virales ayant été classées en quatre groupes selon leurs séquences protéiques (A-I, A-II, A-III et B). En particulier, le groupe A-II comprend le sous-groupe P, faisant référence au pathotype P qui avait été découvert dans les années 1970, dans la région de Pithiviers. Ce pathotype possède une molécule d’ARN supplémentaire, l’ARN5, qui serait responsable de l’apparition de symptômes systémiques et d’une surmortalité des plantes infectées Les protéines virales impliquées dans les contournements de résistance Au niveau moléculaire, une tétrade d’acides aminés en position 67-70 sur la protéine p25 (encodée par l’ARN 3 du virus) est impliquée dans le contournement de la résistance Rz1. Dans le cas du pathotype P, dont la virulence accrue serait due à sa capacité de déplacement rapide au sein de la plante, la protéine p26 (encodée par l’ARN5) agirait en synergie avec p25 pour contourner Rz1 (3). Cycle infectieux de Polymyxa betae Polymyxa betae est un parasite obligatoire des racines de betterave, dont il a besoin pour réaliser son cycle de vie. Sa gamme d’hôtes est restreinte aux chénopodiacées et aux amaranthacées. Il est capable de survivre pendant de nombreuses années dans le sol sous forme de spores. Lorsque les conditions sont favorables, les spores germent en zoospores primaires qui, attirées par les sécrétions des radicelles, vont s’y attacher et y déverser leur contenu cellulaire, contaminant ainsi la plante avec le(s) virus qu’elles portent. P. betae est également vecteur du beet soil-borne virus (BSBV) et du beet virus Q, souvent associés au BNYVV. Identifier la maladie Les betteraves malades présentent une réduction importante de la taille de la racine (nanisme) avec un étranglement du pivot en forme de verre à pied, très typique de la rhizomanie. La formation d’un chevelu de radicelles brunes et blanches ("barbe poivre et sel") et le brunissement des faisceaux vasculaires sont des symptômes assez fréquents bien que non systématiques. Dans les cas les plus sévères, le pivot se nécrose totalement et le développement de la racine est stoppé. Les parcelles infestées par la rhizomanie se repèrent très facilement en culture irriguée par des foyers vert clair où la végétation est dépressive. En effet, les dégâts causés à la racine provoquent un déficit hydrique des parties aériennes de la plante, ce qui induit un retard de croissance et un flétrissement des feuilles aux heures chaudes de la journée. Dans de rares cas, des symptômes systémiques apparaissent : une décoloration du feuillage nettement plus marquée le long des nervures des limbes, qui a donné son nom au virus. Ne pas confondre !  Le flétrissement des feuilles est dû à un déficit hydrique qui peut avoir de nombreuses causes biotiques ou abiotiques et n’est pas nécessairement lié à la rhizomanie. Le jaunissement du feuillage peut être confondu avec une carence en azote voire avec des symptômes de la jaunisse virale. La prolifération du chevelu racinaire résultant d’une attaque de nématodes à kystes est similaire à celle observée en cas de rhizomanie, mais la présence ou l’absence de kystes blancs permet de les distinguer (4) Analyser le risque Identifier les milieux et les pratiques à risque Milieux à risqu e Les sols superficiels, argileux et à fort taux de matières organiques, puis les sols à pH basique et présentant un taux de calcaire total élevé sont les sols les plus sensibles à la rhizomanie. Pratiques à risque Une longueur de rotation inférieure à 4 ans. L’irrigation, l’épandage et un mauvais désherbage car ils favorisent la présence d’adventices hôtes (chénopode, amarante, mouron, stellaire, pavot). Les semis tardifs car ils accentuent l’attaque Surveiller l’apparition et le développement de la rhizomanie Le Bulletin de Santé du Végétal permet d'appréhender le risque rhizomanie. Un peu plus de 200 parcelles du réseau de surveillance biologique sont suivies du semis à la récolte dans toutes les zones betteravières. Les animateurs de chaque filière réalisent ensuite l’analyse de risque à partir des observations remontées de ces suivis et la mettent en ligne dans les bulletins. Cette analyse de risque est complétée par des conseils de gestion dans les notes d'informations régionales qui sont communiquées aux planteurs de manière hebdomadaire sur le site internet de l'ITB ( http://www.itbfr.org/notes-dinformations/ ) et par mail pour les abonnés Prévenir la dissémination du virus À ce jour, aucune lutte chimique n’est possible contre le parasite du sol Polymyxa betae et a fortiori contre le virus luimême. En effet, les mesures de désinfection du sol ne sont plus autorisées depuis de nombreuses années pour des raisons environnementales. Ce vecteur présente en outre une haute capacité de survie et permet la dissémination du virus soit via le sol adhérent aux engins et produits agricoles, soit via les eaux de drainage et d’irrigation (1). C’est pourquoi il est crucial de mettre en place des mesures permettant de contenir sa multiplication ainsi que celle du virus. Adopter des mesures prophylactiques Nettoyer les matériels de récolte et de travail du sol. Éviter le transport de terres contaminées. Utiliser du matériel génétique sain. Si possible, utiliser des outils moléculaires pour un diagnostic rapide qui permettra d’éradiquer les plantes infectées : la RT-PCR multiplex permet de révéler en un seul test la présence de P. betae et du BNYVV à partir d’un extrait d’ARN de racines (1). Adapter ses pratiques agronomiques Réaliser un semis précoce. Allonger les rotations à plus de 4 ans entre deux betteraves, dans l’objectif de diminuer si possible le potentiel infectieux du sol, même si le complexe P. betae/BNYVV est capable de survivre de nombreuses années dans le sol (4). Limiter l’irrigation à 70 % des besoins de la plante. Améliorer le drainage et la structure des sols. Bien gérer les mauvaises herbes ou les autres cultures (chénopodiacées et amaranthacées) contribuant à la multiplication du virus ou du vecteur. Il est nécessaire d’éviter les cultures les plus sensibles à la rhizomanie en rotation avec la betterave afin de diminuer la concentration d’inoculum dans le sol. Choisir des variétés double-tolérantes en zones FPR L’utilisation de variétés tolérantes à la rhizomanie représente toujours l’unique solution de lutte contre ce virus. Ceci est le cas depuis 1985, lorsque la première variété tolérante, dénommée Rizor, fut commercialisée. En France, depuis, 2008, 100 % des variétés cultivées sont tolérantes à la rhizomanie. Les gènes de résistance de la betterave La résistance des variétés de betterave au BNYVV est basée sur l’inhibition de la réplication du virus et de son déplacement au sein de la racine. Les 2 principaux gènes de résistance sont issus d’accessions sauvages de betterave, Beta vulgaris spp. maritima collectées en Italie dans le cas de Rz1 (plus connues sous les noms de Rizor et Holly) ou au Danemark dans le cas de Rz2. Ces gènes majeurs présentent souvent une dominance incomplète et nécessiteraient l’action complémentaire de gènes mineurs. Les variétés possédant simultanément les 2 gènes de résistance Rz1 et Rz2 présentent une meilleure résistance au BNYVV, notamment au pathotype P. La résistance Rz1 insuffisante en zones à forte pression rhizomanie (FPR)… Il existe 2 niveaux de résistance variétale à la rhizomanie procurés par 2 gènes majeurs : Rz1 et Rz2. Dans la plupart des situations, la simple résistance Rz1 est suffisante. Mais dans les régions Centre-Val de Loire et au sud de l’Îlede-France, des contournements de résistance sont apparus dès 2006 et les zones touchées ne cessent de s’étendre. La pression de sélection sur le virus dans ces régions est en effet très forte, car il s’agit de zones irriguées, où les variétés mono-résistantes ont commencé à être implantées il y a plus de 30 ans et où les rotations étaient traditionnellement courtes. À cela s’ajoute la présence d’une souche virale particulièrement agressive, le pathotype P, qui contourne plus facilement la résistance Rz1 et provoque des symptômes exacerbés. ... Impose d'implanter des variétés doubles-résistantes Dans ces zones à forte pression rhizomanie (FPR), l’utilisation de variétés possédant deux sources de résistance (Rz1 et Rz2) permet pour l’instant de maintenir des rendements élevés. En 2018, on estime entre 18 et 19 000 ha les surfaces FPR implantées avec des variétés double tolérantes, soit 2 fois plus qu’en 2011. La complexité de mise en œuvre de moyens de lutte agronomiques ou prophylactiques contribue en effet à la dispersion des variants résistants du virus sur le territoire et expose les zones betteravières à de futurs risques de contournements de résistances. Utiliser des outils de détermination Différents outils de détermination sont disponibles sur le site www.itbfr.org  • "BetaGIA" est le guide de gestion intégrée des bioagresseurs de la betterave. Il donne des informations pratiques et synthétiques sur le bioagresseur, son impact sur la culture et sur les moyens de lutte disponibles. • "DIAGBET maladies et ravageurs" est une application qui permet d’identifier les bioagresseurs de la betterave à différents stades de la culture. Références K. Hleibieh et al., Étiologie De La Rhizomanie De La Betterave Sucrière. Virologie. 11, 409–421 (2007). G. R. D. McGrann, M. K. Grimmer, E. S. Mutasa-Göttgens, M. Stevens, Progress towards the understanding and control of sugar beet rhizomania disease. Mol. Plant Pathol. 10, 129–141 (2009). E. Biancardi, T. Tamada, Rhizomania (Springer Nature, 2016). Rhizomanie. Doss. Tech. SESVanderHave, 24 (2013).   Remonter en haut de la page

  Accueil / Fiches bioagresseurs / Nématode à kystes Nématode à kystes Le nématode à kystes de la betterave ( Heterodera schachtii) , est un vers blanchâtre de moins d’1 mm de long se déplaçant dans le sol et se fixant aux racines de betteraves pour s’en nourrir. C’est un endoparasite strict qui a besoin d’une plante hôte pour se reproduire. Il s’agit d’un des ravageurs les plus importants sur betterave, pouvant provoquer des baisses de rendement significatives ainsi qu’une augmentation de la tare terre. L’intensité des infestations est cependant très variable selon les régions. Pour faire face à ce bioagresseur, 16 % des surfaces étaient protégées avec des variétés tolérantes en 2017 (soit environ 77 000 ha), un chiffre qui sera au minimum de 18 % en 2018. Ceci a conduit l’ITB en lien avec l’interprofession à mettre en place un réseau national de surveillance (observatoire de la durabilité) pour évaluer les risques de multiplication du nématode. Mémento Heterodera schachtii a été identifié, pour la première fois en 1859 en Allemagne, par le botaniste Hermann Schacht. Cette maladie était alors connue sous le nom de "fatigue des sols" à betteraves, observée dans les zones de culture intensive autour des usines et provoquant des pertes de rendement inexpliquées. Ce n’est qu’en 1871 que Schmidt décrit et nomme ce bioagresseur en l’honneur de Schacht. Le nématode à kystes est présent dans toutes les zones de production betteravières, Europe, Asie, ProcheOrient, États-Unis et Australie. En France, il a été signalé pour la première fois en 1884 par l’agronome Aimé Girard dans la région parisienne, dans le Nord, puis en Seine-et-Marne, dans l’Oise et dans l’Aisne. Biologie et écologie du nématode Le cycle du nématode à kystes est constitué de quatre stades larvaires et d'un stade adulte tous séparés par une mue. Les éclosions des œufs d'un kyste s'échelonnent sur plusieurs années (les kystes se conservent dans le sol 5 à 6 ans), sous l'influence de la température (16 °C à 28 °C) et des sécrétions radiculaires des plantes hôtes. Lors de l'éclosion, les kystes contiennent le second stade larvaire du nématode. Ces larves filiformes pénètrent dans les racines grâce à leur stylet. En l'absence d'hôte convenable, elles peuvent survivre plusieurs mois dans le sol. Dans la plante, les sécrétions salivaires du parasite provoquent le développement de cellules géantes, lesquelles entravent la circulation de la sève et provoquent la mort des radicelles. La plante réagit en formant de nouvelles radicelles, donnant naissance à un chevelu dense. Après 3 mues, les femelles deviennent ovoïdes et font saillie à l'extérieur de la racine, la tête restant fixée au végétal, le corps empli d'œufs. Le développement entier, depuis la pénétration de la larve jusqu'à la ponte, dure 4 à 8 semaines (en été, cette période peut être réduite à 2 ou 3 semaines). En France, on dénombre 2 à 4 générations par an selon la température. Gamme d'hôtes Heterodera schachtii est apte à se développer sur différentes espèces végétales cultivées (betterave, épinard, choux, colza, céleri, carotte, radis, œillet, saponaire), ainsi que sur des adventices (chénopode, stellaire, arroche). Le tableau suivant présente les principales espèces hôtes d' Heterodera schachtii regroupées par famille botanique, ainsi que leur effet sur la multiplication des populations du nématode. Identifier le bioagresseur Symptômes foliaires Sur le terrain, les symptômes apparaissent sous la forme de foyers limités dans la parcelle, repérables par leur couleur vert pâle, qui s’accroissent au cours de la saison. Les premiers symptômes visibles au niveau du feuillage sont un flétrissement aux heures chaudes de la journée à partir du mois de juin, ainsi qu’une décoloration jaune de l’extrémité des feuilles. Ce jaunissement est dû à une carence magnésienne induite par défaut d’alimentation de la plante lié à une mauvaise efficience du système racinaire. Il est souvent accompagné en fin de saison par des nécroses et dessèchements en bordure de limbe des feuilles externes avec présence de l’ Alternaria , un champignon de faiblesse. Dans les cas les plus sévères, la croissance du bouquet foliaire est affectée, ce qui pénalise la couverture du sol et favorise la présence d’adventices, mercuriales et chénopodes en particulier.   Ne pas confondre ! Le flétrissement du feuillage et la prolifération du chevelu racinaire sont aussi des symptômes de la rhizomanie. La carence magnésienne, qui se traduit par une décoloration jaune du feuillage, peut aussi être due à une réserve du sol en magnésie insuffisante ou à un mauvais enracinement de la plante résultant d’une structure du sol défavorable. Dans tous les cas, la présence ou non de kystes sur les racines latérales permettra de confirmer ou d’infirmer le diagnostic.   Symptômes racinaires La taille de la racine principale (ou pivot) rétrécit alors que se développe un chevelu de racines latérales. Sur ces radicelles, des kystes de couleur blanche en forme de citron d’un diamètre de 0,5 à 1 mm sont observables. Ils correspondent au stade femelle du cycle de développement du nématode. Une fois fécondées, les femelles produisent jusqu’à 600 œufs au sein des kystes. Arrivés à maturité, ils brunissent, se détachent de la racine, et peuvent se conserver dans le sol pendant 5 à 6 ans. Utiliser des outils de détermination Différents outils de détermination sont disponibles sur le site www.itbfr.org : " DIAGBET maladies et ravageurs " est une application qui permet d’identifier les bioagresseurs de la betterave à différents stades de la culture. "BetaGIA" est le guide de gestion intégrée des bioagresseurs de la betterave. Il donne des informations pratiques et synthétiques sur le bioagresseur, son impact sur la culture et sur les moyens de lutte disponibles. Analyser le risque Connaître le risque régional Heterodera schachtii est très largement répandu dans les zones historiques de culture de betterave sucrière et plus particulièrement autour des sucreries. En 2017, les surfaces touchées par le nématode sont estimées à 35 % dans l’Aisne, 18- 20 % en Champagne, 10-12 % dans le Loiret et dans la Somme, 7-8 % dans l’Oise, 5 % dans le Nord, 3,5 % en Ile-de-France et 2 % en Normandie. En absence de toute gestion, le rendement peut être inférieur de 30 à 40 % à celui de la moyenne régionale, voire de 60 % au sein des foyers d'infestation en cas d’attaque très précoce. Identifier les milieux et les pratiques à risque Milieux à risque Les sols sableux facilitent l’éclosion des larves par rapport aux sols argileux de par leur capacité à absorber la chaleur et ainsi à favoriser le cycle de développement du nématode. Les défauts de fertilité ou de structure du sol. Les parcelles proches d’un outil industriel sucrier passé ou présent (râperie, distillerie, sucrerie) ou d’un secteur d’épandage d’industrie agro-alimentaire (IAA). Pratiques à risque Une rotation inférieure à 4 ans entre betteraves et/ou colza. Les épandages de déchets de betteraves, ainsi que de boues ou d’eaux de lavage d’IAA contribuent de manière importante à la dissémination du nématode sous forme de kystes. Ceux-ci peuvent être également dispersés par les chantiers de récolte et par le bétail dans une moindre mesure. L’irrigation dans le sens où les parcelles irriguées expriment plus vite les attaques de nématodes. Les semis tardifs, qui vont maximiser l’effet sur le rendement. Réagir À ce jour aucune lutte chimique n’est homologuée, en betteraves, sur ce ravageur. Cependant, dès le constat d’une primo infestation par les nématodes dans la parcelle (quelle qu’en soit l’importance), la lutte agronomique à l’échelle de l’ensemble de la rotation doit être entreprise afin de limiter les attaques ultérieures. Celle-ci passe notamment par l’implantation d’une variété tolérante rhizomanie-nématodes. Surveiller l’apparition et le développement des nématodes à kystes Le Bulletin de Santé du Végétal permet d'appréhender le risque nématodes à kystes. Un peu plus de 200 parcelles du réseau de surveillance biologique sont suivies du semis à la récolte dans toutes les zones betteravières. Les animateurs de chaque filière réalisent ensuite l’analyse de risque à partir des observations remontées de ces suivis et la mettent en ligne dans les bulletins. Cette analyse de risque est complétée par des conseils de gestion dans les notes d'informations régionales qui sont communiquées aux planteurs de manière hebdomadaire sur le site www.itbfr.org, dans la rubrique notes d'informations et par e-mail pour les abonnés. Adapter ses pratiques agronomiques Allonger la rotation L’allongement de la rotation permet de diminuer naturellement les niveaux de populations dans le sol en l’absence de betterave et de colza. Il est ainsi recommandé d’espacer les cultures multiplicatrices de quatre ans au minimum. Éviter l'implantation d'espèces hôtes dans la rotation Dans les situations où les parcelles sont infestées en nématodes, la culture du colza ou d’autres crucifères non nématicides en rotation avec la betterave doit être évitée. Dans tous les cas, il est impératif de bien gérer la culture de colza après la récolte (chaumes et repousses) en détruisant systématiquement les pivots et les repousses au minimum toutes les 4 semaines (cf. directive nitrates) ou toutes les 3 semaines sur les parcelles dont l’infestation est reconnue. Une destruction mécanique à l’aide d’un outil superficiel sera suffisante. Implanter des crucifères résistantes en interculture Implanter très précocement une crucifère résistante en interculture, moutardes blanches et radis, est conseillé. Les radis ont l’avantage, par rapport aux moutardes, de pouvoir être implantés plus précocement. En France, le caractère résistant des variétés est validé par un test normalisé proposé par le laboratoire national de référence du GEVES (la SNES). Grâce à leur profondeur d’enracinement, les crucifères résistantes peuvent avoir une action nématicide jusqu’à 90 cm de profondeur et améliorent la structure du sol. Pour pouvoir bénéficier d’un effet de réduction des populations de nématodes, l’implantation des moutardes ou des radis doit être effectuée au minimum début juillet à la dose de 100 grains/m². Dans une utilisation conventionnelle de crucifère en couvert d’interculture, les variétés résistantes sont conseillées afin d’éviter tout risque de multiplication si les températures clémentes de l’automne sont suffisantes pour boucler un cycle parasitaire. Implanter précocément les betteraves Un semis précoce de betterave assure la formation d’un système radiculaire qui permet de mieux supporter l’infestation et augmente la tolérance des plantes, plus particulièrement en période de stress hydrique. En effet, les températures printanières ( <10°C) ne sont pas favorables au développement du nématode. Choisir des variétés tolérantes Des variétés résistantes abandonnées... Les variétés résistantes, qui ne sont plus commercialisées à ce jour, étaient issues de Beta procumbens et présentaient le gène de résistance Hs1Pro1. Ces variétés empêchaient le développement des nématodes ayant pénétré dans les racines et entraînaient une réduction très forte des populations dans le sol, sous réserve que la présence de plantes sensibles due à une maîtrise insuffisante de l’isolement des productions de semences soit très faible. Leur potentiel de productivité demeurait cependant inférieur à celui des variétés sensibles, surtout en l’absence de nématode. Par ailleurs, les expérimentations menées par l’ITB ont démontré que leur insertion dans la rotation ne permettait pas de diminuer durablement les populations de nématodes et que ces variétés présentaient un risque de contournement de la résistance à terme. ... au profit de variétés tolérantes Les variétés tolérantes (commercialisées depuis 2004) sont issues de Beta maritima et ne bloquent le développement que d’une partie des nématodes ayant pénétré dans les racines. Ces variétés disposent d'un très haut potentiel de rendement, même en présence du nématode, aujourd’hui semblable aux variétés rhizomanie en terrain sain. Mais leur utilisation contribue à un maintien voire à une multiplication de la population de nématodes en cours de culture. Cependant, des essais en microparcelles réalisés en collaboration avec l'INRAe de Rennes (UMR IGEPP) semblent montrer qu'il est très difficile pour le nématode de contourner ces résistances partielles même avec une pression de sélection artificiellement élevée. L’observatoire de la durabilité des tolérances aux nématodes Un observatoire de la durabilité des tolérances aux nématodes a été mis en place, il y a 3 ans, sur environ 250 parcelles dans 8 régions betteravières. Les parcelles observées se situent chez les agriculteurs (3-4 parcelles par agriculteur). Dans chaque parcelle, des prélèvements de terre sont réalisés au semis (Pi) et à la récolte (Pf) afin de suivre l’évolution des populations. Les taux de multiplication des nématodes sont ainsi calculés (Pf/Pi), afin de détecter le plus précocement possible un effondrement de la tolérance (forte multiplication associée à la réapparition de symptômes). Cet observatoire pourrait être prochainement mis à profit pour séquencer la diversité génétique d' Heterodera schachtii au fil des rotations. Remonter en haut de la page

  Accueil / Fiches bioagresseurs / La cercosporiose La cercosporiose La cercosporiose est une maladie fongique foliaire estivale qui peut apparaître dès le mois de juin. Les surfaces concernées par la cercosporiose sont en augmentation sur tout le territoire. Environ 150 000 ha de betteraves sont aujourd’hui concernés par le développement de la cercosporiose à l’échelle nationale. Les régions les plus touchées sont l’Alsace, la Limagne, le sud Champagne, l’Ile-de-France et la région Centre, puis le nord Champagne et les Hauts-de-France. Mémento Cercospora beticola, l’agent responsable de la cercosporiose, a été décrit comme une espèce du genre Cercospora en 1876. C. beticola est probablement originaire d’Europe centrale et du bassin méditerranéen(1) . Les premiers cas de dommages liés à la cercosporiose ont été rapportés dès 1878 en Europe. En 1895, la maladie était considérée comme un sérieux problème aux États-Unis. En France, la maladie a été décrite pour la première fois en 1887, mais considérée comme dangereuse seulement à partir de 1915. Biologie et épidémiologie de la cercosporiose Cycle biologique de Cercospora beticola La cercosporiose est causée par le champignon Cercospora beticola , un ascomycète de la famille des Mycosphaerellaceae. Cette maladie est caractérisée par des cycles répétés de contamination (germination des conidies et infection de l’hôte) et dissémination (sporulation des conidies, détachement et dissémination à la surface des plantes) (2): 1. Le processus d’infection débute lorsque les conidies (les spores) atteignent la face inférieure des feuilles des betteraves. Quand la température est supérieure à 15 °C et l’humidité relative d’au moins 60 %, elles germent et émettent des filaments (hyphes) dont certains pénètrent dans le parenchyme foliaire en passant par les stomates (3) . 2. Le mycélium du champignon se répand ensuite dans le parenchyme foliaire, causant des dommages dans les cellules et entraînant leur nécrose par la production de toxines photosensibles telles que la cercosporine et la beticoline, ainsi que par l’activité d’enzymes dégradant les parois cellulaires (3) . Ce processus génère l'apparition de taches aléatoires sur le feuillage, très caractéristiques de la cercosporiose. 3. Au sein des taches nécrotiques se trouvent des conidiophores (visibles à l’œil nu sous forme de granulations noires) dans lesquelles ont lieu de nouvelles sporulations. Les spores se détachent des conidiophores et sont disséminées par le vent, la pluie, les insectes ou les splash d’irrigation (3) . Développement de la maladie au champ Le développement de la cercosporiose au champ suit donc un processus polycyclique caractérisé par une chaîne de cycles d’infections ininterrompue pendant l’été si les conditions sont favorables (4) . Les conditions les plus favorables pour la sporulation des conidies et l’infection de l’hôte sont une température comprise entre 27 °C et 32 °C ainsi qu’une humidité relative à la surface des feuilles supérieure à 90 % pendant 5 à 8 heures 2 . Aucune sporulation n’a lieu à des températures inférieures à 10°C ou supérieures à 38 °C (3) . Les symptômes foliaires peuvent apparaître au plus tôt 5 jours après inoculation et les conidies sont généralement produites entre 7 et 21 jours suivant l’infection primaire, en fonction de la température, de la luminosité, du stade des betteraves et de la sensibilité variétale. Une fois que les lésions nécrotiques sont formées, la production des conidies prend environ 3 jours. Les jeunes lésions sont les plus productives, et la production maximale a lieu environ 10 jours après l’apparition de la lésion. Une plante infectée peut produire jusqu’à 250 millions de spores (2) . Gamme d'hôtes C. beticola peut contaminer une grande variété de plantes appartenant à la famille des chénopodiacées : betterave potagère, bette, épinard, quinoa, épazote (ou thé du Mexique), arroche des jardins. La cercosporiose pourrait également infecter des plantes n’appartenant pas aux chénopodiacées tel que le céleri (5) . Conservation de l'inoculum C. beticola se conserve principalement sur les résidus de récolte infestés : feuilles, collets ou tas de déterrage. Les conidies peuvent survivre jusqu’à 8 mois sur ces résidus, mais l’inoculum peut se conserver bien plus longtemps, jusqu’à 3 ans, au sein d’une structure de conservation appelée Pseudostromate. Cette structure contient des hyphes et des conidiophores qui peuvent sporuler en conditions favorables. Les graines contaminées et les autres plantes hôtes peuvent constituer des sources secondaires d’infection (2) . Les résidus de récolte constituent donc le réservoir d’inoculum principal de C. beticola qu’il convient donc de détruire et d’enfouir afin d’interrompre le cycle de la maladie. Il a de plus été montré dans des essais au champ aux États-Unis que la profondeur d’enfouissement de l’inoculum de C. beticola impacte sa durée de conservation (6) . En effet, 10 mois après inoculation à 0, 10 et 20 cm de profondeur, la viabilité de l’inoculum était réduite de 59, 74 et 76 % respectivement. Après 22 mois, l’inoculum n’a pas survécu lorsqu’il était enterré à 10 ou 20 cm de profondeur, alors qu’il était encore partiellement viable à la surface du sol. L’enfouissement profond des résidus de récolte doit donc permettre de réduire la viabilité de l’inoculum de Cercospora beticola dans le sol et ainsi ralentir le développement de la maladie. Diversité génétique et reproduction C. beticola a longtemps été considérée comme appartenant au complexe Cercospora apii dont l’hôte est le céleri. Des analyses moléculaires ont cependant révélé qu’il s’agit bien d’espèces distinctes l’une de l’autre (1). La reproduction sexuée chez C. beticola n’a à l’heure actuelle jamais été observée, aussi bien en conditions réelles, qu’en conditions contrôlées. Cependant, des études ont révélé la présence de gènes associés à 2 types sexuels (MAT1-1-1 et MAT1-2) présents en proportions équivalentes dans les populations de C. beticola au champ. La probabilité que ces gènes soient fonctionnels et que le champignon se reproduise sexuellement est donc forte, même si les preuves sont pour l’instant indirectes (7) Symptômes et impact sur le rendement Symptômes foliaires La maladie apparaît généralement à partir du mois de juillet sur la face supérieure des feuilles extérieures du bouquet foliaire. Elle se développe sous la forme de petites taches arrondies grisâtres et déprimées, de 3 à 5 mm de diamètre à maturité, entourées d'une bordure rougeâtre. Si les conditions sont favorables au développement du champignon, les taches se densifient et fusionnent, les phytotoxines s’accumulent, entraînant le jaunissement puis le dessèchement complet des feuilles touchées, ainsi que l’allongement du collet. Les feuilles intérieures sont ensuite touchées à leur tour. La mortalité des feuilles peut donner un aspect de "champ brûlé" aux parcelles fortement touchées. La destruction du bouquet foliaire induit une forte repousse de feuilles si les conditions climatiques ne sont pas trop sèches.   Ne pas confondre ! Il est possible de confondre la cercosporiose avec la ramulariose ou encore la bactériose à Pseudomonas . Il faut ainsi s’assurer à la loupe de la présence de conidiophores (granulation noire) au centre de la tache. Facteurs de risque L’apparition et le développement de la cercosporiose dépendent donc de différents facteurs : Les conditions climatiques L’environnement parcellaire La sensibilité variétale Les pratiques culturales Les principaux facteurs de risque sont listés dans le tableau ci-dessous : Méthodes de lutte Les moyens de lutte reposent sur une combinaison de leviers répondant aux objectifs de la protection intégrée : allongement des rotations, enfouissement profond des résidus de récolte, implantation de variétés résistantes et application de traitements fongicides en végétation lorsque les seuils IPM (Intensité de Pression Maladie) sont atteints. Allonger les rotations et enfouir les résidus de récolte Compte-tenu de l’importance de l’inoculum primaire dans la dissémination de la maladie, l’allongement des rotations et l’enfouissement profond des résidus de récolte sont indispensables pour réduire la quantité d’inoculum de C. beticola dans le sol. Il est également judicieux de ne pas emblaver en betteraves à proximité d’une parcelle sévèrement contaminée l’année précédente. Adapter le choix variétal dans les zones à risque À l’heure actuelle, les variétés résistantes à la cercosporiose ne possèdent qu’une résistance partielle qui ne permet pas d’enrayer à elle seule le développement de la maladie, mais serait cependant efficace contre une grande variété de souches de C. beticola , même dans des conditions agro-environnementales différentes (2). À l’échelle de la parcelle, il est important d’adapter le choix variétal au niveau de risque encouru (voir facteurs de risques plus haut) ainsi qu’à la date de récolte. Le semis d’une variété sensible ne devrait avoir lieu qu’en situation de risque faible (pas de proximité avec des foyers infectieux, zone non irriguée) et/ou pour des récoltes précoces. Les variétés partiellement résistantes à la cercosporiose sont en revanche indispensables dans les zones à risque où elles permettent de limiter les pertes de rendement ainsi que le nombre de traitements fongicides en végétation. Choisir une variété résistante est donc nécessaire : Dans les zones à pression forte de cercosporiose, pour ralentir l’évolution de la maladie tout en conservant le potentiel de rendement. Pour des récoltes postérieures au 15 octobre, pour conserver l’état sanitaire des plantes, limiter les repousses foliaires et les pertes de richesse associées Raisonner les traitements en végétation Dans les régions historiques à risque, les fongicides disponibles sont peu efficaces pour cause de résistance aux substances actives de la famille des strobilurines et dans une moindre mesure des triazoles. Seul, le report aux molécules multi-sites comme le cuivre apporte une efficacité pour maîtriser la maladie dans ces régions, même si l’utilisation de cuivre n’est pas une solution durable à cause de son impact négatif sur la fertilité des sols. L’ITB travaille par ailleurs avec l’Inra et l’Anses en 2019 pour évaluer précisément l’état des résistances aux fongicides. De plus, l’ITB participe au développement de modèles épidémiologiques afin de mieux positionner les traitements. Surveiller l’évolution des maladies du feuillage dans les parcelles est important pour traiter au bon moment. L’ITB a mis en place, depuis 2005, des seuils de déclenchement des traitements permettant de raisonner toute intervention fongicide. Un nouvel OAD Alerte maladies est désormais disponible L'ITB met à disposition gratuitement la carte interactive "Alerte Maladies" afin de mieux accompagner les planteurs dans la lutte contre les maladies foliaires fongiques. Cet outil est mis à jour automatiquement à partir des notations hebdomadaires de l'ITB, des services techniques des sucreries et des autres observateurs du réseau de Suivi Biologique du Territoire. L’OAD est disponible à l’adresse suivante : http://maladies.itbfr.org/pages/alerte.php Références Groenewald, M., Groenewald, J. Z. & Crous, P. W. Distinct species exist within the Cercospora apii morphotype. Phytopathology 95, 951–959 (2005).  Franc, G. D. Ecology and epidemiology of Cercospora beticola. in Cercospora Leaf Spot of Sugar Beet and Related Species 7–19 (2010).  Skaracis, G. N., Pavli, O. I. & Biancardi, E. Cercospora Leaf Spot Disease of Sugar Beet. Sugar Tech 12, 220–228 (2010). Rossi, V. Cercospora leaf spot infection and resistance in sugar beet. in Cercospora beticola Sacc. biology, agronomic influence and control measures in sugar beet (2000).  Groenewald, M., Groenewald, J. Z., Braun, U. & Crous, P. W. Host range of Cercospora apii and C. beticola and description of C. apiicola, a novel species from celery. Mycologia 98, 275–85 (2006).  Khan, J. et al. Survival, Dispersal, and Primary Infection Site for Cercospora beticola in Sugar Beet . Plant Dis. 92,741–745 (2008).  Groenewald, M., Groenewald, J. Z. & Crous, P. W. Mating types genes in Cercospora beticola and allied species. in Cercospora Leaf Spot of Sugar Beet and Related Species 39–53 (2010).   Remonter en haut de la page

  Accueil / French National Plan for research and innovation / Contrôle par chrysopes et Aphidius (Bioline) Contrôle par chrysopes et Aphidius (Bioline) AXES DU PNRI             Axe 2 - Identification et démonstration de solutions à l’échelle de la culture Axe 3  - Identification et démonstration de régulation à l'échelle de l'environnement des plantes, des cultures et des paysages LEVIERS MOBILISES Biocontrôle  |  Auxiliaires RESUME Dans ce projet, Bioline Agrosciences France et ses partenaires évaluent une pratique de lutte biologique par apport d’auxiliaires. L’objectif sera d’utiliser deux macro-organismes : le prédateur Chrysoperla carnea et le parasitoïde Aphidius colemani . L’avantage des deux auxiliaires sélectionnés est qu’ils présentent une bonne complémentarité, tant au niveau de leur mode d’alimentation, que de leurs modes de reproduction, de prospection au sein de la parcelle, l’un étant plus mobile que l’autre. Des essais au laboratoire et au champ seront réalisés afin de développer et mettre au point une stratégie d’utilisation adaptée au contexte de la culture de la betterave sucrière : stade d’apport des auxiliaires, techniques de conditionnement, fréquence d’apports. Après la démonstration d’efficacité, le projet prévoit de travailler sur le développement d’une application mécanisée au champ des deux auxiliaires. ACTIONS DU PROJET Action 1 : Etudes de laboratoire Action 2 : Essais d’efficacité au champ Action 3 : Etude de dispositifs d’applications mécanisées Action 4 :  Démonstrations d’applications en fermes pilotes Consulter la fiche de ce projet Télécharger Informations techniques Chef de file :   Durée du projet : 36 mois Début de projet : avril 2021 Autre partenaire :  ITB , Cristal Union , Tereos Projet en lien : Fermes pilotes d'expérimentation Chef de projet : Jacques Frandon jfrandon(at)biolineagrosciences.fr Remonter en haut de la page

  Accueil / Guide de Culture Guide de Culture Retrouvez toutes les recommandations de l'ITB pour cultiver la betterave ! CHOISIR SES VARIÉTÉS Bien choisir ses variétés Choisir ses variétés pour les semis 2021 Sensibilité variétale au stress hydrique INTERCULTURE Bien choisir son couvert d’interculture Moutardes, radis : oui mais lesquels ? Les couverts d’interculture : leur réussite se joue dès le semis APPORTS/FERTILISATION Acidité et chaulage Contrôle de l'acidité des parcelles : des conseils généraux pour une gestion optimale Causes et conséquences de l'acidité des sols betteraviers Fertilisation phosphatée, potassique et magnésienne  Les conseils de l’ITB pour le phosphore Les conseils de l’ITB pour la fumure en potassium Les conseils de l’ITB pour la fertilisation magnésienne Oligoéléments  Les conseils de l’ITB pour la fertilisation en bore Soufre : tenir compte de l’historique Apports organiques  Tenir compte des apports organiques pour la fumure de fond Fertilisation azotée  Déterminer la bonne dose d’azote à apporter Bien positionner les apports d’azote Optimiser l’apport d’azote grâce à l’enfouissement localisé au semis TRAVAIL DU SOL Préparations superficielles avant semis Implanter ses betteraves en Strip Till Implanter les betteraves en conduite sans labour SEMIS Conseils généraux sur le semis Les critères clés pour réussir le semis Les points clés de l'entretien du semoir Semoir : comment régler sa densité de semis ? Bien utiliser les éléments de plombage et de recouvrement Dans quels cas faut-il ressemer ? GESTION DES BIOAGRESSEURS Raisonnement de gestion des bioagresseurs Des outils pour gérer les bioagresseurs Traitements phytosanitaires : conseils pour leur mise en oeuvre en respectant la réglementation Mélanges de produits phytosanitaires Gestion des bioagresseurs de la jeune plantule  Les bioagresseurs de la jeune plantule Les méthodes de lutte pour gérer les bioagresseurs de la jeune plantule Gérer le risque des ravageurs sur la jeune plantule Insecticides en végétation (jeune plantule) Traitements insecticides contre les pucerons Jaunisse : faut-il craindre le puceron noir Aphis fabae ? Gestion des ravageurs après couverture du sol Les ravageurs de la période estivale Toutes les méthodes de lutte contres les bioagresseurs après couverture Insecticides appliqués après couverture Gestion des maladies foliaires après couverture du sol    Les maladies du feuillage en période estivale Raisonner la protection fongicide Choisir un produit fongicide adapté à la maladie dominante Stratégie anti-résistance pour protéger la cercosporiose Dates préconisées d'arrêt des traitements fongicides Gestion des bioagresseurs du stade récolte Identifier les bioagresseurs au stade récolte Les méthodes de lutte des bioagresseurs racinaires en un coup d'oeil Anticiper le risque des bioagresseurs racinaires Betteraves pourries dans la parcelle : comment réagir ? DÉSHERBAGE Raisonnement du désherbage chimique  Les différents herbicides en betterave Efficacité des herbicides Désherbage de pré-émergence : conseils Traitements des graminées en post-levée Adapter la dose des produits herbicide en post levée Optimiser l'utilisation du Centium 36CS Gestion raisonnée pour un bon contrôle des graminées Gestion des adventices particulières  La montée à graine, facteurs de risques Gestion des montées à graines Gestion des repousses de pommes de terre Gestion des chardons Désherbage combiné  Stratégies herbicides et désherbage mécanique Désherbage : Associer le mécanique au chimique Quel matériel de désherbage mécanique choisir ? Un guidage précis pour un binage efficace Quel coût pour le désherbage combiné ? La robotique : futur du désherbage ? Les conditions météorologiques pour réussir son désherbage mécanique IRRIGATION Quelles stratégies pour valoriser son irrigation ? Irribet, l’outil de l’ITB pour piloter l’irrigation de vos betteraves Adopter les bonnes pratiques d’irrigation pour limiter la cercosporiose RÉCOLTE ET STOCKAGE Effeuillage et décolletage : trouver le bon réglage Arrachage et nettoyage : trouver le bon compromis Un chantier de récolte optimisé grâce à Perfbet Préparer le fond du silo pour limiter la tare terre Opter pour la bonne date d'arrachage avec Silobet Préserver les silos en cas de gel Quelle gestion des cordons de déterrage ? PRODUIRE DE LA BETTERAVE BIO Fertilisation et travail du sol pour la betterave bio L’implantation, un levier important pour le désherbage de la betterave bio Le désherbage en production biologique de betterave La gestion des bioagresseurs en culture de betterave biologique Remonter en haut de la page

  Accueil / Alerte Pucerons Alerte Pucerons L'ITB propose une carte interactive des seuils d'interventions, pour lutter contre les pucerons vecteurs de la jaunisse. Elle est établie à partir des observations de l'ITB et des partenaires de la filière, saisies dans Vigicultures©. Suivre le risque en direct L'Outil d'Aide à la Décision "Alerte Pucerons" permet de suivre l'évolution de la pression en s'appuyant sur les observations du réseau. Cette interface accessible gratuitement en ligne se présente sous la forme d'une carte interactive présentant l'ensemble des sites observés. La couleur de chaque point est liée au nombre de traitements préconisés en fonction du risque de transmission de la jaunisse par les pucerons virulifères. Au cours de la saison, ce nombre est susceptible d'évoluer en fonction du nombre de Myzus persicae observés. T0 : seuil de traitement pucerons non atteint T1 : seuil de traitement atteint, T1 réalisé ou à réaliser T2 : seuil atteint, T2 réalisé ou à réaliser Ces informations sont mises à jour régulièrement, dès la saisie d'un seuil par nos experts sur la base des observations et des conditions météorologiques. Le survol d'un point donne accès à des renseignements supplémentaires. Intervenir le plus efficacement possible En complément de cet outil, l'ITB publie régulièrement via les notes d'information le niveau de pression régional ainsi que les préconisations d'emploi des produits disponibles. Accéder à l'outil Consulter l'outil Alerte pucerons Avertissement Alerte Pucerons est un outil à votre disposition chaque année du début de la campagne jusqu’au stade couverture des betteraves. Lorsque ce stade est dépassé, aucun traitement anti-pucerons n’est conseillé. Une solution du Contrat de Solutions Solution n°73 - Outil d’aide à la décision pour optimiser les traitements aphicides contre les pucerons vecteurs de jaunisses virales sur betterave Remonter en haut de la page

  Accueil / Silobet Silobet Silobet est un Outil d’Aide à la Décision (OAD) qui permet de raisonner la date d’arrachage, en prévenant le risque de pourriture des betteraves pendant leur stockage en silo. Evaluer le risque de développer des pourritures est essentiel pour stocker au mieux les betteraves et réduire les risques de pertes. Pour aider les planteurs, l’ITB met à leur disposition Silobet. Cet outil intuitif et gratuit permet de raisonner la date d’arrachage. L’utilisation de Silobet est rapide et très simple : le planteur indique simplement la date d’enlèvement prévue et la station météo la plus proche de son silo. Aucune inscription, ni création de compte n’est nécessaire. Une fois ces 2 données entrées, l’outil simule la somme de températures du silo, en prenant en compte les données climatiques de la zone géographique (températures moyennes et journalières). Silobet indique, alors, la date à laquelle il est possible de commencer la récolte en limitant le risque de développement des moisissures. Le fonctionnement de l’outil est basé sur le calcul du seuil de conservation, c’est-à-dire le moment où le cumul de température du silo risque de dépasser 270°C/jour, stade auquel commence le développement des moisissures. La date de début de récolte optimale donnée par Silobet est une valeur médiane basée sur les relevés météorologiques des 15 dernières années. Le risque réel est à ajuster en fonction des conditions météo de l’année, de la parcelle et de la récolte. Silobet calcule donc également les dates de début de récolte optimales en année froide et en année chaude. Accéder à l'outil Consulter Silobet Remonter en haut de la page