Accueil / Fiches bioagresseurs / La rhizomanie La rhizomanie La rhizomanie est l’une des maladies les plus graves de la betterave en termes d’impact économique. Elle peut en effet causer des pertes de rendement racine de 10 à 15 % dans les cas modérés, jusqu’à plus de 30 % dans les cas les plus sévères. Elle provoque également une baisse de la teneur en sucre de 1 à 4 % et une perte de qualité technologique lors de la transformation industrielle. L’utilisation de variétés tolérantes à la rhizomanie représente actuellement l’unique solution de lutte contre ce virus. Cependant, la multiplication des cas de contournement de résistance dans les régions Centre-Val de Loire et au sud de l’Îlede-France impose à l’ensemble des acteurs de la filière betteravière de mettre en œuvre une stratégie de gestion durable des résistances. Mémento Cette maladie a été décrite pour la première fois dans la vallée du Pô au Nord de l’Italie et touche désormais toutes les régions betteravières du monde. En France, elle a été identifiée pour la première fois en 1971 en Alsace puis s’est étendue en 1977 au sud de Paris (Loiret), et progressivement aux autres régions pour concerner aujourd’hui la totalité des régions betteravières. La commercialisation des premières variétés tolérantes à la rhizomanie en 1985 relance la production de betteraves sucrières au sud de Paris. De 1995 à 2000, l’utilisation de variétés tolérantes progresse rapidement. Mémento En 2000, la présence du pathotype P au sud de Paris est mise en évidence. C’est à cette époque que l’ITB met en place des essais variétés spécifiques “forte rhizomanie Biologie et épidémiologie de la rhizomanie La rhizomanie est une maladie virale causée par le virus des nervures jaunes et nécrotiques de la betterave ( Beet necrotic yellow vein virus, ou BNYVV ). Elle est transmise par un protozoaire du sol, Polymyxa betae , parasite obligatoire de la racine. Le terme de rhizomanie, qui signifie littéralement "démence racinaire", tire son nom de la prolifération anarchique du chevelu racinaire souvent observée sur les betteraves contaminées. Diversité génétique du BNYVV et spécifités du pathotype P Le BNYVV appartient au genre des Benyvirus et à la famille des Benyviridae . Son génome est constitué de 4 à 5 molécules d’ARN qui participent à différentes fonctions : les ARN 1 et 2 sont requis pour la réplication, l’encapsidation, le mouvement du virus ou encore l’inactivation des défenses des plantes. L’ARN 4 est impliqué dans la transmission du virus par le vecteur P. Betae . Enfin, les ARN 3 et 5 sont nécessaires pour la pathogénicité du virus. Sa diversité génétique est relativement importante, les souches virales ayant été classées en quatre groupes selon leurs séquences protéiques (A-I, A-II, A-III et B). En particulier, le groupe A-II comprend le sous-groupe P, faisant référence au pathotype P qui avait été découvert dans les années 1970, dans la région de Pithiviers. Ce pathotype possède une molécule d’ARN supplémentaire, l’ARN5, qui serait responsable de l’apparition de symptômes systémiques et d’une surmortalité des plantes infectées Les protéines virales impliquées dans les contournements de résistance Au niveau moléculaire, une tétrade d’acides aminés en position 67-70 sur la protéine p25 (encodée par l’ARN 3 du virus) est impliquée dans le contournement de la résistance Rz1. Dans le cas du pathotype P, dont la virulence accrue serait due à sa capacité de déplacement rapide au sein de la plante, la protéine p26 (encodée par l’ARN5) agirait en synergie avec p25 pour contourner Rz1 (3). Cycle infectieux de Polymyxa betae Polymyxa betae est un parasite obligatoire des racines de betterave, dont il a besoin pour réaliser son cycle de vie. Sa gamme d’hôtes est restreinte aux chénopodiacées et aux amaranthacées. Il est capable de survivre pendant de nombreuses années dans le sol sous forme de spores. Lorsque les conditions sont favorables, les spores germent en zoospores primaires qui, attirées par les sécrétions des radicelles, vont s’y attacher et y déverser leur contenu cellulaire, contaminant ainsi la plante avec le(s) virus qu’elles portent. P. betae est également vecteur du beet soil-borne virus (BSBV) et du beet virus Q, souvent associés au BNYVV. Identifier la maladie Les betteraves malades présentent une réduction importante de la taille de la racine (nanisme) avec un étranglement du pivot en forme de verre à pied, très typique de la rhizomanie. La formation d’un chevelu de radicelles brunes et blanches ("barbe poivre et sel") et le brunissement des faisceaux vasculaires sont des symptômes assez fréquents bien que non systématiques. Dans les cas les plus sévères, le pivot se nécrose totalement et le développement de la racine est stoppé. Les parcelles infestées par la rhizomanie se repèrent très facilement en culture irriguée par des foyers vert clair où la végétation est dépressive. En effet, les dégâts causés à la racine provoquent un déficit hydrique des parties aériennes de la plante, ce qui induit un retard de croissance et un flétrissement des feuilles aux heures chaudes de la journée. Dans de rares cas, des symptômes systémiques apparaissent : une décoloration du feuillage nettement plus marquée le long des nervures des limbes, qui a donné son nom au virus. Ne pas confondre !  Le flétrissement des feuilles est dû à un déficit hydrique qui peut avoir de nombreuses causes biotiques ou abiotiques et n’est pas nécessairement lié à la rhizomanie. Le jaunissement du feuillage peut être confondu avec une carence en azote voire avec des symptômes de la jaunisse virale. La prolifération du chevelu racinaire résultant d’une attaque de nématodes à kystes est similaire à celle observée en cas de rhizomanie, mais la présence ou l’absence de kystes blancs permet de les distinguer (4) Analyser le risque Identifier les milieux et les pratiques à risque Milieux à risqu e Les sols superficiels, argileux et à fort taux de matières organiques, puis les sols à pH basique et présentant un taux de calcaire total élevé sont les sols les plus sensibles à la rhizomanie. Pratiques à risque Une longueur de rotation inférieure à 4 ans. L’irrigation, l’épandage et un mauvais désherbage car ils favorisent la présence d’adventices hôtes (chénopode, amarante, mouron, stellaire, pavot). Les semis tardifs car ils accentuent l’attaque Surveiller l’apparition et le développement de la rhizomanie Le Bulletin de Santé du Végétal permet d'appréhender le risque rhizomanie. Un peu plus de 200 parcelles du réseau de surveillance biologique sont suivies du semis à la récolte dans toutes les zones betteravières. Les animateurs de chaque filière réalisent ensuite l’analyse de risque à partir des observations remontées de ces suivis et la mettent en ligne dans les bulletins. Cette analyse de risque est complétée par des conseils de gestion dans les notes d'informations régionales qui sont communiquées aux planteurs de manière hebdomadaire sur le site internet de l'ITB ( http://www.itbfr.org/notes-dinformations/ ) et par mail pour les abonnés Prévenir la dissémination du virus À ce jour, aucune lutte chimique n’est possible contre le parasite du sol Polymyxa betae et a fortiori contre le virus luimême. En effet, les mesures de désinfection du sol ne sont plus autorisées depuis de nombreuses années pour des raisons environnementales. Ce vecteur présente en outre une haute capacité de survie et permet la dissémination du virus soit via le sol adhérent aux engins et produits agricoles, soit via les eaux de drainage et d’irrigation (1). C’est pourquoi il est crucial de mettre en place des mesures permettant de contenir sa multiplication ainsi que celle du virus. Adopter des mesures prophylactiques Nettoyer les matériels de récolte et de travail du sol. Éviter le transport de terres contaminées. Utiliser du matériel génétique sain. Si possible, utiliser des outils moléculaires pour un diagnostic rapide qui permettra d’éradiquer les plantes infectées : la RT-PCR multiplex permet de révéler en un seul test la présence de P. betae et du BNYVV à partir d’un extrait d’ARN de racines (1). Adapter ses pratiques agronomiques Réaliser un semis précoce. Allonger les rotations à plus de 4 ans entre deux betteraves, dans l’objectif de diminuer si possible le potentiel infectieux du sol, même si le complexe P. betae/BNYVV est capable de survivre de nombreuses années dans le sol (4). Limiter l’irrigation à 70 % des besoins de la plante. Améliorer le drainage et la structure des sols. Bien gérer les mauvaises herbes ou les autres cultures (chénopodiacées et amaranthacées) contribuant à la multiplication du virus ou du vecteur. Il est nécessaire d’éviter les cultures les plus sensibles à la rhizomanie en rotation avec la betterave afin de diminuer la concentration d’inoculum dans le sol. Choisir des variétés double-tolérantes en zones FPR L’utilisation de variétés tolérantes à la rhizomanie représente toujours l’unique solution de lutte contre ce virus. Ceci est le cas depuis 1985, lorsque la première variété tolérante, dénommée Rizor, fut commercialisée. En France, depuis, 2008, 100 % des variétés cultivées sont tolérantes à la rhizomanie. Les gènes de résistance de la betterave La résistance des variétés de betterave au BNYVV est basée sur l’inhibition de la réplication du virus et de son déplacement au sein de la racine. Les 2 principaux gènes de résistance sont issus d’accessions sauvages de betterave, Beta vulgaris spp. maritima collectées en Italie dans le cas de Rz1 (plus connues sous les noms de Rizor et Holly) ou au Danemark dans le cas de Rz2. Ces gènes majeurs présentent souvent une dominance incomplète et nécessiteraient l’action complémentaire de gènes mineurs. Les variétés possédant simultanément les 2 gènes de résistance Rz1 et Rz2 présentent une meilleure résistance au BNYVV, notamment au pathotype P. La résistance Rz1 insuffisante en zones à forte pression rhizomanie (FPR)… Il existe 2 niveaux de résistance variétale à la rhizomanie procurés par 2 gènes majeurs : Rz1 et Rz2. Dans la plupart des situations, la simple résistance Rz1 est suffisante. Mais dans les régions Centre-Val de Loire et au sud de l’Îlede-France, des contournements de résistance sont apparus dès 2006 et les zones touchées ne cessent de s’étendre. La pression de sélection sur le virus dans ces régions est en effet très forte, car il s’agit de zones irriguées, où les variétés mono-résistantes ont commencé à être implantées il y a plus de 30 ans et où les rotations étaient traditionnellement courtes. À cela s’ajoute la présence d’une souche virale particulièrement agressive, le pathotype P, qui contourne plus facilement la résistance Rz1 et provoque des symptômes exacerbés. ... Impose d'implanter des variétés doubles-résistantes Dans ces zones à forte pression rhizomanie (FPR), l’utilisation de variétés possédant deux sources de résistance (Rz1 et Rz2) permet pour l’instant de maintenir des rendements élevés. En 2018, on estime entre 18 et 19 000 ha les surfaces FPR implantées avec des variétés double tolérantes, soit 2 fois plus qu’en 2011. La complexité de mise en œuvre de moyens de lutte agronomiques ou prophylactiques contribue en effet à la dispersion des variants résistants du virus sur le territoire et expose les zones betteravières à de futurs risques de contournements de résistances. Utiliser des outils de détermination Différents outils de détermination sont disponibles sur le site www.itbfr.org  • "BetaGIA" est le guide de gestion intégrée des bioagresseurs de la betterave. Il donne des informations pratiques et synthétiques sur le bioagresseur, son impact sur la culture et sur les moyens de lutte disponibles. • "DIAGBET maladies et ravageurs" est une application qui permet d’identifier les bioagresseurs de la betterave à différents stades de la culture. Références K. Hleibieh et al., Étiologie De La Rhizomanie De La Betterave Sucrière. Virologie. 11, 409–421 (2007). G. R. D. McGrann, M. K. Grimmer, E. S. Mutasa-Göttgens, M. Stevens, Progress towards the understanding and control of sugar beet rhizomania disease. Mol. Plant Pathol. 10, 129–141 (2009). E. Biancardi, T. Tamada, Rhizomania (Springer Nature, 2016). Rhizomanie. Doss. Tech. SESVanderHave, 24 (2013).   Remonter en haut de la page

  Accueil / Fiches bioagresseurs / Nématode à kystes Nématode à kystes Le nématode à kystes de la betterave ( Heterodera schachtii) , est un vers blanchâtre de moins d’1 mm de long se déplaçant dans le sol et se fixant aux racines de betteraves pour s’en nourrir. C’est un endoparasite strict qui a besoin d’une plante hôte pour se reproduire. Il s’agit d’un des ravageurs les plus importants sur betterave, pouvant provoquer des baisses de rendement significatives ainsi qu’une augmentation de la tare terre. L’intensité des infestations est cependant très variable selon les régions. Pour faire face à ce bioagresseur, 16 % des surfaces étaient protégées avec des variétés tolérantes en 2017 (soit environ 77 000 ha), un chiffre qui sera au minimum de 18 % en 2018. Ceci a conduit l’ITB en lien avec l’interprofession à mettre en place un réseau national de surveillance (observatoire de la durabilité) pour évaluer les risques de multiplication du nématode. Mémento Heterodera schachtii a été identifié, pour la première fois en 1859 en Allemagne, par le botaniste Hermann Schacht. Cette maladie était alors connue sous le nom de "fatigue des sols" à betteraves, observée dans les zones de culture intensive autour des usines et provoquant des pertes de rendement inexpliquées. Ce n’est qu’en 1871 que Schmidt décrit et nomme ce bioagresseur en l’honneur de Schacht. Le nématode à kystes est présent dans toutes les zones de production betteravières, Europe, Asie, ProcheOrient, États-Unis et Australie. En France, il a été signalé pour la première fois en 1884 par l’agronome Aimé Girard dans la région parisienne, dans le Nord, puis en Seine-et-Marne, dans l’Oise et dans l’Aisne. Biologie et écologie du nématode Le cycle du nématode à kystes est constitué de quatre stades larvaires et d'un stade adulte tous séparés par une mue. Les éclosions des œufs d'un kyste s'échelonnent sur plusieurs années (les kystes se conservent dans le sol 5 à 6 ans), sous l'influence de la température (16 °C à 28 °C) et des sécrétions radiculaires des plantes hôtes. Lors de l'éclosion, les kystes contiennent le second stade larvaire du nématode. Ces larves filiformes pénètrent dans les racines grâce à leur stylet. En l'absence d'hôte convenable, elles peuvent survivre plusieurs mois dans le sol. Dans la plante, les sécrétions salivaires du parasite provoquent le développement de cellules géantes, lesquelles entravent la circulation de la sève et provoquent la mort des radicelles. La plante réagit en formant de nouvelles radicelles, donnant naissance à un chevelu dense. Après 3 mues, les femelles deviennent ovoïdes et font saillie à l'extérieur de la racine, la tête restant fixée au végétal, le corps empli d'œufs. Le développement entier, depuis la pénétration de la larve jusqu'à la ponte, dure 4 à 8 semaines (en été, cette période peut être réduite à 2 ou 3 semaines). En France, on dénombre 2 à 4 générations par an selon la température. Gamme d'hôtes Heterodera schachtii est apte à se développer sur différentes espèces végétales cultivées (betterave, épinard, choux, colza, céleri, carotte, radis, œillet, saponaire), ainsi que sur des adventices (chénopode, stellaire, arroche). Le tableau suivant présente les principales espèces hôtes d' Heterodera schachtii regroupées par famille botanique, ainsi que leur effet sur la multiplication des populations du nématode. Identifier le bioagresseur Symptômes foliaires Sur le terrain, les symptômes apparaissent sous la forme de foyers limités dans la parcelle, repérables par leur couleur vert pâle, qui s’accroissent au cours de la saison. Les premiers symptômes visibles au niveau du feuillage sont un flétrissement aux heures chaudes de la journée à partir du mois de juin, ainsi qu’une décoloration jaune de l’extrémité des feuilles. Ce jaunissement est dû à une carence magnésienne induite par défaut d’alimentation de la plante lié à une mauvaise efficience du système racinaire. Il est souvent accompagné en fin de saison par des nécroses et dessèchements en bordure de limbe des feuilles externes avec présence de l’ Alternaria , un champignon de faiblesse. Dans les cas les plus sévères, la croissance du bouquet foliaire est affectée, ce qui pénalise la couverture du sol et favorise la présence d’adventices, mercuriales et chénopodes en particulier.   Ne pas confondre ! Le flétrissement du feuillage et la prolifération du chevelu racinaire sont aussi des symptômes de la rhizomanie. La carence magnésienne, qui se traduit par une décoloration jaune du feuillage, peut aussi être due à une réserve du sol en magnésie insuffisante ou à un mauvais enracinement de la plante résultant d’une structure du sol défavorable. Dans tous les cas, la présence ou non de kystes sur les racines latérales permettra de confirmer ou d’infirmer le diagnostic.   Symptômes racinaires La taille de la racine principale (ou pivot) rétrécit alors que se développe un chevelu de racines latérales. Sur ces radicelles, des kystes de couleur blanche en forme de citron d’un diamètre de 0,5 à 1 mm sont observables. Ils correspondent au stade femelle du cycle de développement du nématode. Une fois fécondées, les femelles produisent jusqu’à 600 œufs au sein des kystes. Arrivés à maturité, ils brunissent, se détachent de la racine, et peuvent se conserver dans le sol pendant 5 à 6 ans. Utiliser des outils de détermination Différents outils de détermination sont disponibles sur le site www.itbfr.org : " DIAGBET maladies et ravageurs " est une application qui permet d’identifier les bioagresseurs de la betterave à différents stades de la culture. "BetaGIA" est le guide de gestion intégrée des bioagresseurs de la betterave. Il donne des informations pratiques et synthétiques sur le bioagresseur, son impact sur la culture et sur les moyens de lutte disponibles. Analyser le risque Connaître le risque régional Heterodera schachtii est très largement répandu dans les zones historiques de culture de betterave sucrière et plus particulièrement autour des sucreries. En 2017, les surfaces touchées par le nématode sont estimées à 35 % dans l’Aisne, 18- 20 % en Champagne, 10-12 % dans le Loiret et dans la Somme, 7-8 % dans l’Oise, 5 % dans le Nord, 3,5 % en Ile-de-France et 2 % en Normandie. En absence de toute gestion, le rendement peut être inférieur de 30 à 40 % à celui de la moyenne régionale, voire de 60 % au sein des foyers d'infestation en cas d’attaque très précoce. Identifier les milieux et les pratiques à risque Milieux à risque Les sols sableux facilitent l’éclosion des larves par rapport aux sols argileux de par leur capacité à absorber la chaleur et ainsi à favoriser le cycle de développement du nématode. Les défauts de fertilité ou de structure du sol. Les parcelles proches d’un outil industriel sucrier passé ou présent (râperie, distillerie, sucrerie) ou d’un secteur d’épandage d’industrie agro-alimentaire (IAA). Pratiques à risque Une rotation inférieure à 4 ans entre betteraves et/ou colza. Les épandages de déchets de betteraves, ainsi que de boues ou d’eaux de lavage d’IAA contribuent de manière importante à la dissémination du nématode sous forme de kystes. Ceux-ci peuvent être également dispersés par les chantiers de récolte et par le bétail dans une moindre mesure. L’irrigation dans le sens où les parcelles irriguées expriment plus vite les attaques de nématodes. Les semis tardifs, qui vont maximiser l’effet sur le rendement. Réagir À ce jour aucune lutte chimique n’est homologuée, en betteraves, sur ce ravageur. Cependant, dès le constat d’une primo infestation par les nématodes dans la parcelle (quelle qu’en soit l’importance), la lutte agronomique à l’échelle de l’ensemble de la rotation doit être entreprise afin de limiter les attaques ultérieures. Celle-ci passe notamment par l’implantation d’une variété tolérante rhizomanie-nématodes. Surveiller l’apparition et le développement des nématodes à kystes Le Bulletin de Santé du Végétal permet d'appréhender le risque nématodes à kystes. Un peu plus de 200 parcelles du réseau de surveillance biologique sont suivies du semis à la récolte dans toutes les zones betteravières. Les animateurs de chaque filière réalisent ensuite l’analyse de risque à partir des observations remontées de ces suivis et la mettent en ligne dans les bulletins. Cette analyse de risque est complétée par des conseils de gestion dans les notes d'informations régionales qui sont communiquées aux planteurs de manière hebdomadaire sur le site www.itbfr.org, dans la rubrique notes d'informations et par e-mail pour les abonnés. Adapter ses pratiques agronomiques Allonger la rotation L’allongement de la rotation permet de diminuer naturellement les niveaux de populations dans le sol en l’absence de betterave et de colza. Il est ainsi recommandé d’espacer les cultures multiplicatrices de quatre ans au minimum. Éviter l'implantation d'espèces hôtes dans la rotation Dans les situations où les parcelles sont infestées en nématodes, la culture du colza ou d’autres crucifères non nématicides en rotation avec la betterave doit être évitée. Dans tous les cas, il est impératif de bien gérer la culture de colza après la récolte (chaumes et repousses) en détruisant systématiquement les pivots et les repousses au minimum toutes les 4 semaines (cf. directive nitrates) ou toutes les 3 semaines sur les parcelles dont l’infestation est reconnue. Une destruction mécanique à l’aide d’un outil superficiel sera suffisante. Implanter des crucifères résistantes en interculture Implanter très précocement une crucifère résistante en interculture, moutardes blanches et radis, est conseillé. Les radis ont l’avantage, par rapport aux moutardes, de pouvoir être implantés plus précocement. En France, le caractère résistant des variétés est validé par un test normalisé proposé par le laboratoire national de référence du GEVES (la SNES). Grâce à leur profondeur d’enracinement, les crucifères résistantes peuvent avoir une action nématicide jusqu’à 90 cm de profondeur et améliorent la structure du sol. Pour pouvoir bénéficier d’un effet de réduction des populations de nématodes, l’implantation des moutardes ou des radis doit être effectuée au minimum début juillet à la dose de 100 grains/m². Dans une utilisation conventionnelle de crucifère en couvert d’interculture, les variétés résistantes sont conseillées afin d’éviter tout risque de multiplication si les températures clémentes de l’automne sont suffisantes pour boucler un cycle parasitaire. Implanter précocément les betteraves Un semis précoce de betterave assure la formation d’un système radiculaire qui permet de mieux supporter l’infestation et augmente la tolérance des plantes, plus particulièrement en période de stress hydrique. En effet, les températures printanières ( <10°C) ne sont pas favorables au développement du nématode. Choisir des variétés tolérantes Des variétés résistantes abandonnées... Les variétés résistantes, qui ne sont plus commercialisées à ce jour, étaient issues de Beta procumbens et présentaient le gène de résistance Hs1Pro1. Ces variétés empêchaient le développement des nématodes ayant pénétré dans les racines et entraînaient une réduction très forte des populations dans le sol, sous réserve que la présence de plantes sensibles due à une maîtrise insuffisante de l’isolement des productions de semences soit très faible. Leur potentiel de productivité demeurait cependant inférieur à celui des variétés sensibles, surtout en l’absence de nématode. Par ailleurs, les expérimentations menées par l’ITB ont démontré que leur insertion dans la rotation ne permettait pas de diminuer durablement les populations de nématodes et que ces variétés présentaient un risque de contournement de la résistance à terme. ... au profit de variétés tolérantes Les variétés tolérantes (commercialisées depuis 2004) sont issues de Beta maritima et ne bloquent le développement que d’une partie des nématodes ayant pénétré dans les racines. Ces variétés disposent d'un très haut potentiel de rendement, même en présence du nématode, aujourd’hui semblable aux variétés rhizomanie en terrain sain. Mais leur utilisation contribue à un maintien voire à une multiplication de la population de nématodes en cours de culture. Cependant, des essais en microparcelles réalisés en collaboration avec l'INRAe de Rennes (UMR IGEPP) semblent montrer qu'il est très difficile pour le nématode de contourner ces résistances partielles même avec une pression de sélection artificiellement élevée. L’observatoire de la durabilité des tolérances aux nématodes Un observatoire de la durabilité des tolérances aux nématodes a été mis en place, il y a 3 ans, sur environ 250 parcelles dans 8 régions betteravières. Les parcelles observées se situent chez les agriculteurs (3-4 parcelles par agriculteur). Dans chaque parcelle, des prélèvements de terre sont réalisés au semis (Pi) et à la récolte (Pf) afin de suivre l’évolution des populations. Les taux de multiplication des nématodes sont ainsi calculés (Pf/Pi), afin de détecter le plus précocement possible un effondrement de la tolérance (forte multiplication associée à la réapparition de symptômes). Cet observatoire pourrait être prochainement mis à profit pour séquencer la diversité génétique d' Heterodera schachtii au fil des rotations. Remonter en haut de la page

  Accueil / Fiches bioagresseurs / Rhizoctone brun Rhizoctone brun Le rhizoctone brun est une maladie provoquée par un champignon du sol, Rhizoctonia solani , qui attaque de nombreuses plantes cultivées dont la betterave sucrière, le maïs et la pomme de terre, ainsi que des mauvaises herbes. Ce bioagresseur profite de conditions climatiques favorables pour contaminer les betteraves. Il peut induire des pertes de rendement de 10 à 40 %, ainsi qu’une dépréciation de la qualité des récoltes. Toutes les régions sont concernées, mais certains contextes et certaines successions culturales peuvent conduire localement à de fortes infestations. L’allongement des durées de campagne des sucreries depuis 2017 augmente les durées de conservation en silo et nécessite d’anticiper le risque face à cette maladie, à identifier avant la récolte. Biologie et épidémiologie du rhizoctone brun Deux souches d'un même champignon responsables de la fonte des semis et du rhizoctone brun Rhizoctonia solani est la forme imparfaite et asporulée du Basidiomycète Thanatephorus cucumeris  (1) . Ce champignon possède une grande diversité génétique, qui a conduit à la subdivision en groupes plus ou moins homogènes, avec 13 groupes d’anastomoses (AG) différents (groupes de souches qui peuvent fusionner entre elles). Le maïs et la betterave peuvent être attaqués par des souches appartenant aux mêmes groupes (2) . Une contamination précoce peut être responsable d’une fonte des semis de betterave. Cette attaque (rare) est due à la souche AG4 qui se développe de manière optimale à des températures de 5 °C à 15 °C au stade plantule (3). Les attaques plus tardives en saison entrainant la pourriture des racines sont principalement dues à une autre souche, AG2-2, qui se développe de manière optimale entre 20 °C et 30 °C (3) . Cette souche est très majoritaire et beaucoup plus agressive sur les betteraves adultes (4). Cycle infectieux du champignon responsable du rhizoctone brun En hiver, le champignon se conserve dans le sol sous forme de mycélium et de sclérotes, qui constituent ses structures de survie, jusqu’à une profondeur de 30 à 40 cm, mais son activité est plus importante dans la couche superficielle du sol (0-10 cm) (4) . La survie du champignon est améliorée lorsqu’il est inclus dans des résidus végétaux proches de la surface du sol (4) . En effet, Rhizoctonia solani a une faible capacité à coloniser le sol sans d’importantes sources de nutriments telles que des plantes hôtes. Il est très difficile d’évaluer la quantité de cet inoculum primaire (3). À la fin de l’automne, R . solani entre en dormance. Celle-ci est levée au printemps suivant grâce à l’effet conjugué des conditions du sol (température et humidité) et des exsudats racinaires (dans un rayon de 5 mm autour de la racine). (3) Au printemps, en fonction de l’humidité et de la température, R. solani commence à s’étendre et investit les racines des jeunes plants (4) . Le mycélium va alors traverser l’épiderme et boucher les vaisseaux, ce qui va interrompre l’approvisionnement en eau et nutriments et entraîner la nécrose des tissus racinaires. Les tissus endommagés servent souvent de porte d’entrée à d’autres champignons ou bactéries pouvant accélérer la pourriture de la racine (4) . À l'été , la contamination secondaire de plante à plante est possible à des distances allant jusqu’à 30 cm, d’autant plus qu’en présence de plantes hôtes, le champignon exploite plus largement le sol pour développer son réseau mycélien (5) .   Compétition avec d'autres champignons Rizoctonia solani est un saprotrophe, c'est-à-dire qu’il est capable de dégrader la matière organique végétale. Il joue donc un rôle primordial dans le fonctionnement des écosystèmes de recyclage de la matière organique. Cependant, c’est un mauvais compétiteur face à d’autres saprotrophes qui peuvent détruire ses formes de survie. Par exemple, les champignons du genre Trichoderma sont des antagonistes de Rhizoctonia solani qu’ils peuvent parasiter (3). Gamme d'hôtes La souche de Rhizoctonia solani responsable du rhizoctone brun (AG2-2) est apte à se développer sur diverses espèces végétales cultivées ainsi que sur de nombreuses adventices. Le tableau suivant présente les principales espèces hôtes du champignon. Les retours fréquents de certaines cultures hôtes en rotation avec la betterave peuvent favoriser le rhizoctone brun, en particulier les systèmes de culture intégrant du maïs. Identifier la maladie Symptômes foliaires Sur le terrain, les symptômes se manifestent par un jaunissement et un flétrissement des feuilles, aboutissant peu à peu à la nécrose complète du feuillage. Les premiers symptômes peuvent apparaître dès le stade 8 feuilles. La maladie se développe essentiellement en foyers, le long des lignes de semis, allongés dans le sens du semis : au centre du foyer les plantes meurent, alors qu’à sa périphérie l’attaque se limite à la superficie du pivot Symptômes racinaires Au niveau des racines, une ou plusieurs nécroses superficielles sèches de type "brûlure de cigarette" apparaissent. Puis les nécroses s’étalent et une pourriture brune et sèche, plus ou moins profonde selon le degré d’évolution de la maladie, peut être observée. De plus, des craquelures sont visibles sur le flanc de la racine. Afin de confirmer le diagnostic, il est nécessaire de couper la racine dans le sens de la hauteur, pour observer une pourriture allant du flanc vers le cœur de la racine. Ne pas confondre ! Attention aux confusions possibles des symptômes foliaires avec ceux d’une carence en bore ou de rhizoctone violet. Ceux-ci apparaissent plus tardivement pour le rhizoctone violet. Seule l’observation des racines permet un diagnostic sûr. Utiliser des outils de détermination Différents outils de détermination sont disponibles sur le site www.itbfr.org : " BetaGIA " est le guide de gestion intégrée des bioagresseurs de la betterave. Il donne des informations pratiques et synthétiques sur le bioagresseur, son impact sur la culture et sur les moyens de lutte disponibles. " DIAGBET maladies et ravageurs " est une application qui permet d’identifier les bioagresseurs de la betterave à différents stades de la culture. Analyser le risque Identifier les situations à risque La parcelle Les sols hydromorphes, les sols très tassés (avec un problème de circulation d’eau et des périodes d’eau stagnante), présentant une acidité de surface. Les sols à fort taux de matières organiques ou présentant des résidus (permettant la survie de l’inoculum). Les parcelles précédemment atteintes. La conduite parcellaire Les rotations courtes avec des plantes hôtes. Les semis tardifs. L’épandage d’eaux contaminées. Le transfert de terres contaminées. Pertes de rendement Les betteraves atteintes par du rhizoctone brun pourrissent et meurent. La maladie se propage lentement, et n’a pas le temps d’envahir toute la parcelle avant la récolte. Elle atteint au maximum 40 % des plantes dans la parcelle (3). Les pertes de rendement ont été évaluées en moyenne à 10 % dans les parcelles attaquées. De plus, la teneur en sucre ainsi que la qualité de transformation industrielle sont également impactées (3). Surveiller l’apparition et le développement du rhizoctone brun Le Bulletin de Santé du Végétal permet d’appréhender le risque rhizoctone brun. Un peu plus de 200 parcelles du réseau de surveillance biologique sont suivies du semis à la récolte dans toutes les zones betteravières. Les animateurs de chaque filière betterave sucrière réalisent ensuite l’analyse de risque à partir des observations remontées de ces suivis et la mettent en ligne dans les bulletins (à consulter sur le site Internet de l 'ITB, rubrique publications / BSV ). Cette analyse de risque est complétée par des conseils de gestion dans les notes d’informations régionales qui sont communiquées aux planteurs sur le site Internet de l' ITB, rubrique publications / notes d'informations régionales et par e-mail pour les abonnés. Réagir en présence de symptômes Protection phytosanitaire Le rhizoctone brun est le seul bioagresseur racinaire contre lequel une intervention fongicide en végétation est possible. De plus, il n’existe aucun traitement à action fongicide ou fongistatique pour contrôler ces maladies une fois en silo. Une intervention fongicide contre le rhizoctone brun est possible à partir du stade 8 feuilles (BBCH 18), dès l’apparition des premiers symptômes. Tous les conseils d’applications fongicides contre le rhizoctone brun sont à retrouver dans le guide de culture de l’ITB. Anticiper les arrachages Il est important de repérer les parcelles atteintes le plus tôt possible pour reconnaître les symptômes avant que les betteraves ne soient complètement pourries. En cas d’attaque importante, dans la mesure du possible, il est nécessaire de définir les arrachages prioritaires, afin de limiter les pertes de rendement et les betteraves non marchandes. Selon le conseil de la sucrerie, il est possible de laisser en champ les ronds les plus touchés pour éviter de pourrir le silo, ou d’isoler le stockage de ces betteraves non marchandes du reste du silo. Adapter la conservation Il est nécessaire d’écourter la durée de stockage des parcelles infestées. En effet, une betterave atteinte au moment de la récolte va continuer de pourrir au silo. De plus, une betterave qui paraît saine au moment de la récolte peut déjà être atteinte, les premiers symptômes étant peu visibles. L’état sanitaire initial au moment de la mise en silo peut en réalité encore fortement évoluer. Il est nécessaire dans ce cas de prévenir la sucrerie pour un enlèvement plus rapide. Choisir des variétés tolérantes Recourir à des variétés de betteraves tolérantes est indispensable en cas de contamination forte ou de situations à risque historique, ou de systèmes de culture favorables à la maladie (retour fréquent des maïs et betteraves). Ces variétés doivent alors être priorisées, indépendamment des moyens de lutte agronomique adoptés. En outre, certaines variétés disposent aussi de très bonnes performances dans les situations de forte pression rhizomanie, ce qui permet de lutter efficacement contre ces deux bioagresseurs simultanément. Une analyse des performances des variétés tolérantes au rhizoctone brun Chaque année l’ITB et les services agronomiques des sucreries mettent en place un réseau spécifique d’expérimentation des variétés pour tester leurs performances en présence et en absence du rhizoctone brun. La mobilité du rhizoctone brun dans une même parcelle, en lien avec les interactions du champignon avec la microflore du sol, rend difficile les travaux d’expérimentation en conditions naturelles, obligeant à réaliser des essais avec contamination artificielle (inoculation). L’objectif est de connaître les résistances ou tolérances des variétés et d’étudier les progrès réalisés par la sélection. À la fin de chaque année, la liste de variétés conseillées pour la campagne suivante est diffusée dans Le Betteravier Français. La première variété double tolérante rhizomanie – rhizoctone brun a été ainsi inscrite au catalogue français des variétés dès 1999. Adapter ses pratiques agronomiques Des méthodes permettent de retarder l’apparition du bioagresseur en limitant sa survie, sa propagation dans la parcelle, ainsi que la contamination à d’autres parcelles. Ces mesures sont à prendre dès la betterave suivante de la rotation en cas d’infestation de rhizoctone brun. Allonger la rotation Implanter une culture intermédiaire La rotation est un levier essentiel. Il est conseillé (5) : d’allonger la durée entre deux semis de betteraves, de diversifier dans la mesure du possible la rotation, d’introduire entre 2 cultures de printemps une céréale à paille, de limiter les plantes hôtes, y compris en interculture (ray-grass, …). Implanter une culture intermédiaire Afin de réduire la présence d’inoculum de rhizoctone brun, il est recommandé (5) : d’implanter une crucifère (moutarde brune, radis) riche en glucosinolates agissant par biofumigation ; d’optimiser la biofumigation en plusieurs étapes. Tout savoir sur la biofumigation La biofumigation consiste à implanter des cultures intermédiaires qui, lors de leur culture mais surtout lors de leur dégradation, vont libérer des métabolites secondaires toxiques pour le bioagresseur. Ces cultures intermédiaires appartiennent principalement à la famille des crucifères dont les métabolites secondaires libérés sont des glucosinolates. Ces derniers vont se transformer, après dégradation, en isothiocyanates (ITC), aux propriétés fongicides. Les molécules ITC, très volatiles, vont limiter la croissance mycélienne ou la formation et la germination des spores. De plus, non seulement la culture, mais aussi l’enfouissement d’un couvert biofumigant influent sur les équilibres microbiens du sol. Ainsi des compétiteurs trophiques ou des parasites sont plus ou moins favorisés, ce qui permet un contrôle partiel des épidémies de rhizoctone. (3) Soigner la conduite de la culture Afin de limiter la survie et la propagation du rhizoctone brun, il est conseillé de mettre en œuvre les pratiques ci-dessous avant la prochaine betterave (5) . Références LE MANACH L., ITB (2009). Analyse des effets des pratiques agricoles sur les maladies telluriques de la betterave – rapport de stage. CASDAR SysPID 9034 (2013). Brochure « Réduire la pression du rhizoctone brun en grandes cultures ». Téléchargeable sur le site de certains partenaires du projet SysPID. LECLERC M. (2013). Approche par modélisation et expérimentation du développement spatio-temporel des maladies telluriques : le cas du pathosystème betterave à sucre – Rhizoctonia solani. Thèse sciences agricoles. Agrocampus - Ecole nationale supérieure d’agronomie de rennes, 2013. Français.   MOTISI, N. (2009). Réguler les maladies d'origine tellurique par une culture intermédiaire de Brassicacées : mécanismes d'action et conditions d'expression dans une rotation betterave-blé (Thèse de doctorat, Institut Supérieur des Sciences Agronomiques, Agroalimentaires, Horticoles et du Paysage, RENNES, FRA). 264 p. prodinra.inra.fr/record/26686 GAUCHER D., et al. (2014). Réduire l’impact des maladies telluriques dans les systèmes de cultures par une protection intégrée et durable des grandes cultures. Innovations agronomiques 34 (2014), 51-65. Remonter en haut de la page

  Accueil / French National Plan for research and innovation / Sélection de variétés performantes (Flavie) Sélection de variétés performantes (Flavie) Pour une séléction de variétés performante de betteraves sucrières en solutions alternatives aux néonicotinoïdes AXE DU PNRI             Axe 2 - Identification et démonstration de solutions à l’échelle de la culture LEVIER MOBILISÉ |  Variétés  | RÉSUMÉ Afin d’identifier et de développer des variétés de betteraves sucrières performantes contre les virus de jaunisse, le projet FLAVIE s’est fixé des objectifs. Le premier objectif est de mettre au point un protocole d’évaluation des variétés commun et d’essais collectifs permettant de mutualiser les efforts entre les partenaires semenciers. Cet objectif, financé sur fonds propres en 2021 a été réalisé avec succès.  Le second objectif de ce projet est d’évaluer les tolérances/résistances d’hybrides en parcelles en 2022 et 2023 en situation d’inoculation artificielle. Les symptômes, la charge virale ainsi que le rendement et la qualité seront mesurés. Un total de 1000 hybrides minimum seront ainsi évalués avec précision sur de nombreux sites (minimum 5 lieux, confirmation sur 2 ans si besoin) pour leur potentialité rendement sous pression ou pas d’une inoculation artificielle avec chacun des 3 virus principaux responsables de la jaunisse (BYV, du BChV et du BMYV). ACTIONS DU PROJET Action 1 : Preuve de concept et mise au point de la méthode d'évaluation commune Action 2 : Évaluation au champ des hybrides Consulter la fiche de ce projet Télécharger Informations techniques Chef de file :   Durée du projet : 24 mois Début de projet : janvier 2022 Autres partenaires :  SESVANDERHAVE , DLF Beet Seed Recherche SARL (MariboHilleshög ), KWS , Betaseed Projet en lien :  Évaluation des variétés résistantes (Yellow Resist Beet), gestion de la diversité des résistances génétiques (EGOVAR), sélection de variétés tolérantes (Probeet) Chef de projet : Bruno Desprez - Florimond Deprez bruno.desprez(at)florimond-desprez.fr Remonter en haut de la page

  Accueil / French National Plan for research and innovation / Sélection de variétés tolérantes (Probeet) Sélection de variétés tolérantes (Probeet) Recherche de variétés de betteraves sucrières tolérantes à la jaunisse virale AXE DU PNRI             Axe 2 - Identification et démonstration de solutions à l’échelle de la culture LEVIER MOBILISÉ |  Variétés  | RÉSUMÉ Ce projet a pour objectif d’expérimenter 100 hybrides de betteraves sucrières dans 4 régions betteravières afin d’identifier de nouvelles sources de tolérance ou de résistance aux jaunisses. Les hybrides seront caractérisés selon différentes méthodes : quantification des symptômes de jaunisse, mesures hyperspectrales, charge virale (par ELISA et qPCR) et rendement seront étudiés. Le projet Probeet prévoit des comparaisons d’hybrides sans inoculation puis avec inoculations des trois principaux virus de la jaunisse à des fins d’identification d’hybrides tolérants. Une centaine d’hybrides seront intégrés chaque année aux expérimentations en micro parcelles.  Ces essais permettront d’améliorer la méthodologie d’évaluation des variétés tolérantes/résistantes à la jaunisse pour un criblage plus efficace dans le cadre des travaux de sélection. ACTIONS DU PROJET Action 1 :  Semis de 100 génotypes dans 4 champs d’essais en France. Sur un champ inoculation de trois virus et comparaison avec parcelles sans inoculation. Deux répétitions par traitement.  Action 2 : Observations en cours de végétation A ction 3 : Récolte, analyse et interprétation des résultats. Consulter la fiche de ce projet Télécharger Informations techniques Chef de file :   Durée du projet : 24 mois Début de projet : mars 2022 Projet en lien :  Évaluation des variétés résistantes (Yellow Resist Beet) , gestion de la diversité des résistances génétiques (EGOVAR), sélection de variétés résistantes (Flavie) Chef de projet : Laurent Boisroux – Deleplanque laurent.boisroux(at)deleplanque.fr Remonter en haut de la page

  Accueil / French National Plan for research and innovation / Utilisation de variétés tolérantes ou résistantes aux virus de jaunisse Utilisation de variétés tolérantes ou résistantes aux virus de jaunisse L’utilisation de variétés résistantes ou tolérantes aux virus responsables de la jaunisse de la betterave est l’un des leviers mis en place dans les Fermes Pilotes d’Expérimentation (FPE) dans l’objectif de réduire les pertes de rendement causées par la jaunisse. La jaunisse de la betterave étant causée par 4 virus, présents seuls ou co-infectant les betteraves, les premières variétés attendues pour la fin du PNRI seront probablement tolérantes ou partiellement résistantes à la jaunisse. Le levier variétal sera un des moyens pour lutter contre la jaunisse de la betterave, mais, au moins dans un premier temps, il devra être combiné avec d’autres leviers qui baisseront la pression puceron dans la parcelle cultivée. Dans les FPE, les variétés seront, par exemple, combinées avec l’utilisation de plantes compagnes, l’implantation de bandes fleuries en bordure de parcelle, en encore l’utilisation de solutions de biocontrôle (produits de biocontrôle, macro-oganismes ou médiateurs chimiques) pour faire diminuer la pression puceron et parvenir à un contrôle efficace de la jaunisse. L’utilisation de mélanges variétaux pour limiter la dispersion de la jaunisse au sein des parcelles est également évaluée en lien avec le projet EGOVAR. Les mélanges seront comparés aux variétés seules afin de mesurer le gain obtenu par rapport à l’utilisation de mono-variétés. Tous les leviers testés sur les FPE : Utilisation de variétés tolérantes ou résistantes aux virus de jaunisse L'association de plantes compagnes L'évaluation de produits de biocontrôle Evaluation de l'efficacité des auxiliaires L'utilisation de bandes fleuries Pour aller plus loin : Télecharger la fiche projet FPE Toutes les FPE Remonter en haut de la page